*Zúñiga González, Guillermo Moises 1
Ramírez Muñoz, María de la Paz 1
Torres Bugarín, Olivia 1
Pérez Jiménez, Juan 2
Ramos Mora, Alberto 3

Introducción:
El monitoreo de la contaminación por análisis directo de los agentes químicos, requiere de gran precisión y conocimiento del contaminante a verificar; además su evaluación está limitada por la sensibilidad y especificidad del método utilizado. Ante esto, los bioensayos ofrecen ventajas, ya que un organismo dado puede procesar o metabolizar un compuesto cualquiera a su forma tóxica (1).
La prueba de micronúcleos (MN) detecta el efecto de agentes mutagénicos sobre los cromosomas mediante la identificación de fragmentos acéntricos y/o cromosomas rezagados, que al quedar fuera del núcleo, forman estas estructuras (2). La prueba permite detectar tanto agentes clastogénicos (que rompen cromosomas) como aneuploidogénicos (que afectan el huso mitótico) (3).
Se utilizan animales de laboratorio, como: rata (4), ratón (5), hámster (6), primates (7), larvas de anfibios (8,9), peces (10), aves (11), invertebrados y plantas (12-14).
Nuestro grupo ha reportado el resultado de un estudio para determinar la frecuencia de eritrocitos micronucleados (EMN) de 35 especies de mamíferos, con la intención de seleccionar a aquellas que presenten el mayor número de éstos, para proponerlos como probables biomonitores de daño genotóxico, debido a que el sistema reticuloendotelial (encargado de retirar a los eritrocitos con alteraciones) de los organismos con mayor número de EMN espontáneos tiene en general un menor control sobre éstos y como consecuencia los podemos observar, así como sus variaciones resultado de su acumulación. Dentro de las especies que resultaron con los valores mas altos se encontró al gato, con un valor de entre 8.4 ± 2.5 y 11.0 ± 0.9 EMN por cada 10,000 eritrocitos (15).

Objetivos:
General:
-Evaluar al gato común como un indicador biológico de agentes micronucleogénicos
Particulares:
-Inducir el incremento de eritrocitos micronucleados en la sangre periférica del gato con agentes de conocida micronucleogenicidad, como la colchicina y la arabinosa-C.
-Demostrar un incremento de eritrocitos micronucleados dosis-respuesta en la sangre periférica del gato, con los mismos inductores.

Material y Métodos:
Se utilizaron gatos de entre 6 y 8 semanas de edad, recolectados al azar de la zona Metropolitana (Guadalajara y Zapopan). Se colectó una muestra de sangre periférica de cada gato (16), se elaboraron los frotis dejándolos secar al aire por 24 horas, teñidos con Wright y Giemsa. Para cada individuo, 4 series de 10,000 eritrocitos (normo y policromáticos) fueron contados con el objetivo de inmersión y promediados, este valor se manejó como el promedio del individuo y este valor individual se promedió con el resto para obtener el valor promedio del grupo.
Los gatos se dividieron en 5 grupos de 10 individuos y se les administró una mezcla de dos conocidos agentes genotóxicos micronucleogénicos (colchicina y arabinosa-C) diariamente (vía intraperitoneal grupos 1,2,3,4 y vía subcutánea al grupo 5) (16) durante cuatro días.
-Grupo 1 (control negativo), 0.5 ml de agua inyectable.
-Grupo 2 (dosis 1), colchicina 0.1291 mg/kg y arabinosa-C 3 mg/kg en 0.5 ml de agua.
-Grupo 3 (dosis 2), colchicina 0.1937 mg/kg y arabinosa-C 5 mg/kg en 0.5 ml.
-Grupo 4 (dosis 3), colchicina 0.2583 mg/kg (17) y arabinosa-C 6 mg/kg en 0.5 ml.
-Grupo 5 (dosis 2), colchicina 0.1937 mg/kg y arabinosa-C 4.5 mg/kg en 0.5 ml.
Se tomaron muestras de sangre a las 48 y 96 horas de la primera inyección.
Debido a que las muestras tienen una distribución normal, los resultados fueron comparados por medio de una t-student para grupos independientes y analisis de varianza.
El manejo de los especímenes se realizó de acuerdo a las normas y reglamentos Institucionales y a los de la Ley General de Salud y de acuerdo al Manual de Medicina Felina (16).

Resultados:
El análisis de varianza mostró que no hubo diferencia significativa entre los 5 grupos a las 0 hrs, sin embargo, a las 48 hrs se encontró diferencia con p<0.01, y a las 96 hrs con p<0.001.
T-Student:
El grupo 1 no mostró diferencias al comparar las muestras tomadas a los 3 tiempos (0, 48 y 96 hrs).
No se encontró diferencia significativa entre los grupos 1 y 2 a las 0 y 48 hrs, sin embargo a las 96 hrs se encontró diferencia con p<0.001.
Se encontró diferencia entre los grupos 1 y 3 a las 48 hrs con p<0.05, y a las 96 hrs con p<0.001.
Se encontró diferencia entre los grupos 1 y 4 a las 48 hrs con p<0.05, y a las 96 hrs con p<0.01.
Se encontró diferencia entre los grupos 1 y 5 a las 48 hrs con p<0.01, y a las 96 hrs con p<0.001.
No se observó diferencia entre los grupos 3 y 5 (misma dosis, diferente vía de administración) a ningún tiempo, aunque en general los valores fueron ligeramente mayores en los gatos que recibieron las dosis i.p.

Discusión:
El grupo control no incrementó el número de EMN a ningún tiempo de muestreo, por lo que la manipulación no produce el incremento observado en los otros 4 grupos. Se encontró un incremento de EMN altamente significativo a las 96 hrs, determinado por la dosis en los grupos 2 y 3, no así en el grupo 4, el cual presentó un valor mas bajo que el grupo 3, la explicación es que los compuestos utilizados como inductores; además de genotóxicos son citotóxicos a ciertas dosis, particularmente la arabinosa-C (16,18,19), por lo que esta citotoxicidad se tradujo en mitodepresión y al no haber proliferación celular tampoco producción de EMN. Aplicamos las mismas dosis de inductores, al grupo 3 vía intraperitoneal y al grupo 5 vía subcutánea con la intención de probar una segunda vía, obteniendo el mayor número de EMN en el grupo 3 (lo que concuerda con lo descrito en la literatura), aunque esta diferencia no tiene significancia estadística. El encontrar la diferencia mas significativa a las 96 hrs nos indica que este animal funcionaría mejor como bioindicador en exposiciones repetidas (acumulación del daño) que en exposiciones agudas.
Algunos animales no respondieron a la administración de los inductores; para el caso del tratamiento intraperitoneal, tal vez los inductores pudieron perderse en una "mala inyección", la cual pudo perforar la vejiga y ser desechada por la orina, o el intestino y quedar depositada en la luz del mismo. En el caso del gato que no respondió con la administración subcutánea, tuvimos problemas para asegurarnos que los inductores se administraran correctamente, ya que la camada a la que pertenecía este gato presentaba un largo y abundante pelaje, lo cual no es lo mas conveniente (20) pues dificulta la inyección.
La vida del eritrocito en el gato es entre 68-77 días. La fagocitosis de eritrocitos enteros podría ser uno de los métodos de supresión, Rous y Robertson en 1917, creen que desempeña un importante papel en el perro, ratón y cobayo pero no en el gato. Una de las funciones del bazo es la supresión de eritrocitos anormales (entre los cuales se encuentran los EMN) cuando atraviesan lentamente sus sinusoides. Esta función es particularmente importante en enfermedades de los eritrocitos como la hemobartonelosis en los felinos (21). Esta característica del bazo en los gatos nos permite observar EMN en sangre periférica, así como su acumulación inducida por agentes genotóxicos básicamente micronucleogénicos, lo cual nos permite utilizar al gato como un bioindicador de estos agentes.

Conclusiones:
El incremento de EMN observado con los inductores, así como el que los gatos tengan pequeños territorios (20,22), la gran cantidad de gatos existentes (encuesta del Pet Food Institute 1961) (23), la facilidad para su manutención y reproducción, nos permite utilizar esta especie para la detección de genotóxicos, tanto en pruebas de laboratorio como en el monitoreo de zonas con probable contaminación de este tipo, mediante el conteo de EMN en una gota de sangre periférica, mediante una prueba sencilla, rápida, económica y cuyos resultados son claros.

Bibliografia:
1.-Rodríguez-Ariza, A., et. al., Environ. Mol. Mutagen. 1992; 19: 112-124.
2.-Schmid, W. Mutation Res. 1975; 31: 9-15.
3.-Heddle, J., et. al., Mutation Res. 1983; 123: 61-118.
4.-Trzos, R.J., et. al., Mutation Res. 1978; 58: 79-86.
5.-Hayashi, M., et. al., Mutation Res. 1990; 245: 245-249.
6.-Salamanca, F. Citogenética Humana. 1ª ed. Ed. Méd. Panamericana. 1990.
7.-Choy, W.N., et. al., Mol. Mutagen. 1993; 21: 73-80.
8.-Jaylet, A., et. al., Mutation Res. 1986; 164: 245-257.
9.-Rudek Z, et. al., Mutation Res. 1992 ; 298: 25-29.
10.-Al-Sabti K., et. al., Mutation Res. 1995; 343:121-135.
11.-Bhunya, S.P., et. al., Mutation Res. 1992; 272: 175-181.
12.-Burgeot T., et al., Mutation Res. 1995; 342: 125-140.
13.-Grant, W.F., et. al., Mutation Res. 1992; 270: 53-64.
14.-Ma, T.H., et. al., Mutation Res. 1995; 334:185-195.
15.-Zúñiga, G., et. al., Mutation Res. 1996;369: 123-127.
16.-Wills, J., et. al., España, ACRIBIA, 1995: 1-19, 104-106.
17.-Torres, B.O. Tesis profesional. Lic. en Biología. Fac. Ciencias Biológicas. U. de G. 1993.
18.-Zúñiga, G., et, al., Mutation.Res. En prensa.
19.-Wkirf, R., CECSA. 1984. tomo I.
20.-Hurni H., et. al., 6ta. NY, Longman Scientific & Technical, 1994: 476-492.
21.-Schalm, O., UTHEA. 1964. pg 217-233 capítulo VI.
22.-Riser W.H. Salvat., 5ta. Barcelona, 1982, Tomo II. p 1569-1570.
23.-Sims J.A., et. al., España, ACRIBIA, 1974: 219.

REFERENCIAS DE LOS AUTORES:
1.-Lab. de Mutagénesis. Div. Medicina Molecular. C.I.B.O. I.M.S.S. Guadalajara, Jal. Tel: 668-30-00 ext 31931.
2.-Clínica privada, Av. Guadalupe #187 A, Col. Chapalita, Guadalajara, Jal. Tel: 121-80-54.
3.-Jefe del Bioterio. C.I.B.O. I.M.S.S. Guadalajara, Jal. Tel: 668-30-00 ext 31944.